Влияние защищенного от разрушения в рубце холина на работу печени и показатели молочных коров в транзитный период

Авторы исследования: Араш Шахсавари (Arash Shahsavari), Майкл Х. Д’Оккио (Michael H. D’Occhio) и Рафат аль-Джассим (Rafat Al Jassim)* (корреспондирующий автор).
Аффилиация авторов: Шахсавари А. и аль-Джассим Р.: Отделение сельского хозяйства и питания, Квинслендский университет, Гаттон, Австралия; Д’Оккио М. Х.: Отделение биологии и экологии, Центр изучения углерода, воды и продуктов питания, Сиднейский университет, Кэмден, Австралия.
Год и статус публикации: 2016. Рецензируемая научная статья.
(Хронология рецензирования: получена 10.10.2015, принята к публикации 14.03.2016, впервые опубликована онлайн 03.05.2016).

Аннотация

Транзитный период (примерно 3 недели до и после отела) представляет собой критический этап для высокопродуктивных молочных коров, характеризующийся развитием отрицательного энергетического баланса (ОЭБ). В этот период организм мобилизует запасы жировой ткани, что приводит к резкому повышению концентрации неэстерифицированных жирных кислот (НЭЖК) в крови. Печень, перегруженная потоком НЭЖК, не справляется с их полным окислением или экспортом в виде липопротеинов очень низкой плотности (ЛПОНП), что ведет к накоплению триглицеридов и развитию жировой дистрофии печени и кетоза. Эти нарушения становятся основной причиной метаболических заболеваний, снижения продуктивности, ухудшения репродуктивной функции и экономических потерь.

Включение в рацион холина в защищенной от разрушения в рубце форме является эффективной стратегией коррекции метаболического статуса. Защищенный холин служит незаменимым субстратом для синтеза фосфатидилхолина — ключевого компонента ЛПОНП, тем самым усиливая экспорт жира из печени. Он также повышает экспрессию генов, отвечающих за сборку ЛПОНП. В данном обзоре систематизированы результаты исследований о влиянии защищенного холина на биохимические показатели крови, продуктивность, здоровье и воспроизводство коров. Несмотря на положительное влияние на снижение жировой инфильтрации печени и увеличение надоев, данные о воздействии на репродукцию и здоровье остаются неоднозначными, что требует дальнейшего изучения для оптимизации дозировок и схем применения.

Ключевые слова: молочные коровы, транзитный период, защищенный холин, жировая дистрофия печени, кетоз, метаболизм печени, продуктивность.

1. Введение: Метаболические вызовы транзитного периода

Понятие «транзитный период» было введено для описания критического интервала продолжительностью около 3 недель до и 3 недель после отела [1, 2]. В это время в организме коровы происходят фундаментальные гормональные и метаболические перестройки, необходимые для перехода от стельности к лактации [1]. Хотя потребности растущего плода обычно удовлетворяются даже на фоне снижения потребления сухого вещества (СВ) на 30–35% в последнюю неделю перед отелом [3], старт лактации создает острый дефицит энергии.

Возникающий сразу после отела отрицательный энергетический баланс (ОЭБ) запускает липолиз — мобилизацию жировых запасов [4, 5]. Концентрация циркулирующих НЭЖК и триглицеридов в печени возрастает в 5–10 раз [6–8]. Несмотря на адаптивное 20%-ное увеличение окислительной способности печени перед отелом [9], поток НЭЖК превышает ее возможности как по окислению, так и по секреции триглицеридов в форме липопротеинов очень низкой плотности (ЛПОНП). Результатом становится накопление триглицеридов в гепатоцитах, то есть развитие жировой дистрофии печени [6, 10].

Дисфункция печени способствует возникновению кетоза, характеризующегося повышенной выработкой кетоновых тел (β-оксимасляной кислоты (БОМК), ацетоацетата, ацетона) [10, 11]. По разным оценкам, от 50 до 60% коров в транзитный период страдают жировой дистрофией печени и кетозом той или иной степени тяжести [12, 13], что представляет серьезную угрозу для продуктивности, здоровья и благополучия животных.

Высокий уровень НЭЖК также усиливает окислительный стресс и провоспалительные реакции, подавляя активность иммунных клеток (макрофагов и нейтрофилов) [14–16]. Это создает предрасположенность к переходу метаболических расстройств в инфекционные заболевания, такие как мастит и метрит [11, 14]. Таким образом, поддержание функции печени в транзитный период — ключевая задача для сохранения здоровья стада и экономической эффективности производства.

2. Физиология и патофизиология печени в транзитный период

С началом лактации потребность в энергии резко возрастает, и поддержание удоев обеспечивается за счет мобилизации жировой ткани [25, 26]. Печень отвечает на приток НЭЖК усилением их этерификации в триглицериды [27, 28], концентрация которых в ткани печени повышается уже в первый день после отела [29–32].

Классификация жировой дистрофии, предложенная Wensing et al. [33], основана на доле триглицеридов во влажном весе печени:

Ограниченная способность печени жвачных синтезировать и секретировать ЛПОНП частично объясняется дефицитом холина — предшественника фосфатидилхолина (ФХ), критически важного для формирования этих транспортных частиц [31]. Избыток НЭЖК также направляется по пути неполного окисления с образованием кетоновых тел [9, 10, 12].

2.1. Молекулярные и клеточные последствия жировой дистрофии

Жировая дистрофия приводит к значительным морфологическим изменениям: печень увеличивается, становится бледно-желтой [6, 34, 35]. В гепатоцитах наблюдаются:

Длительное воздействие высоких концентраций НЭЖК in vitro подавляет выработку глюкозы и мочевины гепатоцитами [39]. Метаболический и воспалительный стресс (высокий уровень НЭЖК, липополисахаридов, провоспалительного цитокина ФНО-α) может активировать пути апоптоза и вызывать стресс ЭПР [40, 41]. Интересно, что активация генов ответа на стресс ЭПР отмечается у коров даже через 14 недель после отела, что позволяет предположить, что сам по себе высокий метаболический темп лактации может вызывать клеточный стресс [41].

Накопление жира и повреждение гепатоцитов ведет к повышению в крови уровня печеночных ферментов (АСТ, ГГТ, ЛДГ) и компонентов желчи, что указывает на снижение ее оттока [6].

2.2. Взаимосвязь с иммунитетом и воспалением

Мобилизация липидов напрямую коррелирует с экспрессией в печени генов провоспалительных цитокинов (ФНО-α) и белков острой фазы (сывороточный амилоид A1, SAA1) [30]. Воспаление, в свою очередь, способствует накоплению триглицеридов в печени и может нарушать глюконеогенез [24].

Провоспалительные цитокины также подавляют синтез аполипопротеина B100 (ApoB100) — ключевого структурного белка ЛПОНП, необходимого для экспорта жира из печени [20, 21]. Это создает порочный круг: воспаление → нарушение синтеза ЛПОНП → накопление жира в печени → усиление дисфункции и воспаления.

2.3. Изменения экспрессии генов печени

В транзитный период происходят глубокие изменения в экспрессии генов, регулирующих метаболизм печени [43]:

3. Защищенный холин: роль и биологическая значимость

Холин — важнейшее питательное вещество, основной компонент фосфатидилхолина (ФХ) и лизофосфатидилхолина, определяющих структуру и функцию клеточных мембран [50–52]. Он также необходим для синтеза нейротрансмиттера ацетилхолина и служит донором метильных групп в реакциях трансметилирования (например, для синтеза метионина и карнитина) [50, 54].

Ключевая проблема для жвачных: Холин обладает низкой биодоступностью (<30%) из-за почти полного разрушения микрофлорой рубца [53]. Хотя холин может синтезироваться в печени из метионина, в транзитный период эндогенного синтеза и остатков кормового холина недостаточно для покрытия резко возросших потребностей в ФХ для синтеза ЛПОНП.

Включение в рацион защищенного от разрушения в рубце холина позволяет доставить это вещество в сычуг и тонкий кишечник для эффективного всасывания. Исследования подтверждают, что такая добавка способствует секреции триглицеридов из печени [4, 22, 59, 60] и снижает их накопление при дозировке, эквивалентной примерно 15 г чистого холина в сутки [59, 61–63].

4. Эффекты защищенного холина: обобщение данных исследований

Реакция на добавку холина варьируется в зависимости от дозы, сроков применения, продолжительности и степени защиты продукта.

4.1. Влияние на метаболиты крови

Неэстерифицированные жирные кислоты (НЭЖК):

Бета-гидроксибутират (БОМК, маркер кетоза):

4.2. Влияние на метаболические гормоны

Соматотропная ось (гормон роста — ГР, инсулиноподобный фактор роста-1 — ИФР-1) играет ключевую роль в перераспределении нутриентов. При ОЭБ ее работа нарушается [70–72]. Большинство исследований не выявило существенного влияния защищенного холина на уровни инсулина и ИФР-1 в плазме [63, 66]. В одном исследовании отмечено повышение уровня инсулина, коррелирующее с ростом гаптоглобина (белка острой фазы) [83, 84].

4.3. Влияние на потребление сухого вещества (СВ)

4.4. Влияние на продуктивность

Удой молока:

Состав молока: Результаты противоречивы. В разных работах отмечалось:

Механизмы: Прямое действие может быть связано с «сбережением» метионина для синтеза молочного белка и улучшением глюконеогенеза в печени [22]. Косвенное — с общим улучшением самочувствия коров.

4.5. Влияние на здоровье (осложнения после отела)

Добавка защищенного холина (около 60 г/день продукта) способствовала:

4.6. Влияние на репродуктивную функцию

Результаты неоднозначны, но отмечаются положительные тенденции:

Одним из возможных механизмов является повышение уровня лептина — гормона, связывающего энергетический статус и функцию репродуктивной оси [63, 100–103].

4.7. Влияние на экспрессию генов в печени (молекулярные механизмы)

Исследование Goselink et al. [22] показало, что защищенный холин (60 г/день с -21 по +42 день) модулирует экспрессию ключевых генов в печени:

5. Заключение и перспективы

Холин является незаменимым нутриентом, критически важным для структурной целостности клеток и, что особенно значимо для транзитного периода, для синтеза ЛПОНП в печени. У высокопродуктивных коров с ОЭБ развивающийся относительный дефицит холина (из-за разрушения в рубце и повышенной потребности) усугубляет риск жировой дистрофии печени.

Включение в рацион защищенного от разрушения в рубце холина — эффективная стратегия метаболической поддержки. Научные данные подтверждают, что такая добавка:

Оптимальный эффект, как правило, наблюдается при скармливании в транзитный период (за 3 недели до и 3–6 недель после отела) в дозе, эквивалентной 12–15 г чистого холина в сутки. Для окончательного прояснения влияния на репродуктивную функцию и определения максимально эффективных и экономичных протоколов применения необходимы дальнейшие исследования.

Благодарность

Авторы выражают благодарность профессору Майклу Х. Д’Оккио за поддержку со стороны организации Nancy Roma Paech в получении почетного руководства кафедрой Сиднейского университета, а также Квинслендскому университету за финансирование аспирантуры Араша Шахсавари (грант №3022886). Все авторы участвовали в подборе литературы, написании и редактировании статьи.

Заявление о конфликте интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Список научных источников

1. Grummer RR *1995) Impact of changes in organic nutrient metabolism on feeding the transition dairy cow. J Anim Sci 73, 2820-2833.
2. Drackley JK *1999) Biology of dairy cows during the tran­sition period: the final frontier? J Dairy Sci 82, 2259-2273.
3. Hayirli A, Grummer RR, Nordheim EV, et al. *2002) Animal and dietaryfactors affecting feed intake during the prefresh transition period in holsteins. J Dairy Sci 85, 3430-3443.
4. Cooke R, Del Rio NS, Caraviello D, et al. *2007) Supple­mental choline for prevention and alleviation of fatty liver in dairy cattle. J Dairy Sci 90, 2413-2418.
5. Rossi F, Righi F, Romanelli S, et al. *2008) Reproductive efficiency of dairy cows under negative energy balance conditions. Ann Fac Medic Vet Difarma 28, 173-180.
6. Bobe G, Young JW & Beitz DC (2004) Invited review: pathology, etiology, prevention, and treatment of fatty liver in dairy cows. J Dairy Sci 87, 3105-3124.
7. Leblanc S (2010) Monitoring metabolic health of dairy cattle in the transition period. JRepr Develo 56, Suppl., S29-S35.
8. Giummer RR (1993) Etiology of lipid-related metabolic disorders in periparturient dairy cows. J Dairy Sci 76, 3882-3896.
9. Drackley JK, Overton TR & Douglas GN (2001) Adaptations of glucose and long-chain fatty acid metabolism in liver of dairy cows during the periparturient period. J Dairy Sci 84, E100-E112.
10. Herdt TH (2000) Ruminant adaptation to negative energy balance. Influences on the etiology of ketosis and fatty liver. Vet Clin North Am Food Anim Pract 16, 215-230.
11. Goff J (2006) Major advances in our understanding of nutritional influences on bovine health. J Dairy Sci 89, 1292-1301.
12. Duffield T (2000) Subclinical ketosis in lactating dairy cattle. Vet Clin North Am Food Anim Pract 16, 231-253.
13. Erb HN & Grohn YT (1988) Epidemiology of metabolic disorders in the periparturient dairy cow. J Dairy Sci 71, 2557-2571.
14. Sordillo LM & Raphael W (2013) Significance of metabolic stress, lipid mobilization, and inflammation on transition cow disorders. Vet Clin North Am Food Anim Pract 29, 267-278.
15. Suriyasathaporn W, Daemen AJ, Noordhuizen-Stassen EN, et al. (1999) ^-hydroxybutyrate levels in peripheral blood and ketone bodies supplemented in culture media affect the in vitro chemotaxis of bovine leukocytes. Vet Immunol Immunopathol 68, 177-186.
16. Wathes DC, Cheng Z, Chowdhury W, et al. (2009) Negative energy balance alters global gene expression and immune responses in the uterus of postpartum dairy cows. Physiol Genom 39, 1-13.
17. Turk R, Juretic D, Geres D, et al. (2005) Serum paraoxonase activity in dairy cows during pregnancy. Res Vet Sci 79, 15-18.
18. Bertoni G, Trevisi E, Calamari L, et al. (2006) The inflammation could have a role in the liver lipidosis occurrence in dairy cows. In Production Diseases in Farm Animals, pp. 157-158 [NP Joshi and TH Herdt, editors]. Wageningen: Wageningen Academic Publishers.
19. Ametaj B, Bradford B, Bobe G, et al. (2005) Strong rela­tionships between mediators of the acute phase response and fatty liver in dairy cows. Can J Anim Sci 85, 165-175.
20. Fleck A (1989) Clinical and nutritional aspects of changes in acute-phase proteins during inflammation. Proc Nutr Soc 48, 347-354.
21. Gruys E, Toussaint M, Landman W, et al. (1998) Infection, inflammation and stress inhibit growth. Mechanisms and non-specific assessment of the processes by acute phase proteins. Production diseases in farm animals, 10th International Conference, Utrecht, the Netherlands, 1998.
22. Goselink R, van Baal J, Widjaja H, et al. (2012) Effect of rumen-protected choline supplementation on liver and adipose gene expression during the transition period in dairy cattle. J Dairy Sci 96, 1102-1116.
23. Chagas LM, Bass JJ, Blache D, et al. (2007) Invited review: new perspectives on the roles of nutrition and metabolic priorities in the subfertility of high-producing dairy cows. J Dairy Sci 90, 4022-4032.
24. Bradford B (2011) Connecting transition cow physiology, behaviour, and nutrition. In Proceedings of the 10th Western Dairy Management Conference. Reno, NV, 9-11 March, pp. 207-220.
25. Emery RS, Liesman JS & Herdt TH (1992) Metabolism of long chain fatty acids by ruminant liver. J Nutr 122, Suppl., 832-837.
26. Reynolds CK, Aikman PC, Lupoli B, et al. (2003) Splanchnic metabolism of dairy cows during the transition from late gestation through early lactation. J Dairy Sci 86, 1201-1217.
27. Grum DE, Drackley JK, Younker RS, et al. (1996) Nutrition during the dry period and hepatic lipid metabolism of periparturient dairy cows. J Dairy Sci 79, 1850-1864.
28. Litherland NB, Dann HM & Drackley JK (2011) Prepartum nutrient intake alters palmitate metabolism by liver slices from peripartal dairy cows. J Dairy Sci 94, 1928-1940.
29. Adewuyi A, Gruys E & Van Eerdenburg F (2005) Non esterified fatty acids (NEFA) in dairy cattle. A review. Vet Q 27, 117-126.
30. Drackley JK, Dann HM, Douglas GN, et al. (2005) Physio­logical and pathological adaptations in dairy cows that may increase susceptibility to periparturient diseases and disorders. Ital J Anim Sci 4, 323-344.
31. Grummer RR (2008) Nutritional and management strategies for the prevention of fatty liver in dairy cattle. Vet J 176, 10-20.
32. Skaar TC, Grummer RR, Dentine MR, et al. (1989) Seasonal effects of prepartum and postpartum fat and niacin feeding on lactation performance and lipid metabolism. J Dairy Sci 72, 2028-2038.
33. Wensing T, Kruip T, Geelen MJH, et al. (1997) Postpartum fatty liver in high-producing dairy cows in practice and in animal studies. The connection with health, production and reproduction problems. Comp Haematol Int 7, 167-171.
34. Tharwat M, Oikawa S, Buczinski S, et al. (2012) Ultrasono­graphic prediction of hepatic fat content in dairy cows during the transition period. J Vet Sci Technol 3, 5.
35. Morrow D, Hillman D, Dade A, et al. (1979) Clinical inves­tigation of a dairy herd with the fat cow syndrome. J Am Vet Med Assoc 174, 161-167.
36. Tharwat M, Endoh D & Oikawa S (2012) Hepatocyte apoptosis in dairy cows with fatty infiltration of the liver. Res Vet Sci 93, 1281-1286.
37. Johannsen U, Menger S, Staufenbiel R, et al. (1993) Investi­gations on morphology and function of the liver of high-yielding cows 2 weeks postpartum. Dtsch Tierarztl Wochenschr 100, 177-181.
38. Reid I & Collins R (1980) The pathology of post-parturient fatty liver in high-yielding dairy cows. Invest Cell Pathol 3, 237-249.
39. Strang BD, Bertics SJ, Grummer RR, et al. (1998) Effect of long-chain fatty acids on triglyceride accumulation, gluconeogenesis, and ureagenesis in bovine hepatocytes. J Dairy Sci 81, 728-739.
40. Ringseis R, Gessner DK & Eder K (2015) Molecular insights into the mechanisms of liver-associated diseases in early-lactating dairy cows: hypothetical role of endoplasmic reticulum stress. J Anim Physiol Anim Nutr (Berl) 99, 626-645.
41. Gessner DK, Schlegel G, Ringseis R, et al. (2014) Up-regulation of endoplasmic reticulum stress induced genes of the unfolded protein response in the liver of peri- parturient dairy cows. BMC Vet Res 10, 46.
42. Loor JJ, Dann HM, Everts RE, et al. (2005) Temporal gene expression profiling of liver from periparturient dairy cows reveals complex adaptive mechanisms in hepatic function. Physiol Genomics 23, 217-226.
43. Loor J (2010) Genomics of metabolic adaptations in the peripartal cow. Animal 4, 1110-1139.
44. Bionaz M & Loor JJ (2008) ACSL1, AGPAT6, FABP3, LPIN1, and SLC27A6 are the most abundant isoforms in bovine mammary tissue and their expression is affected by stage of lactation. J Nutr 138, 1019-1024.
45. Van Dorland H, Richter S, Morel I, et al. (2009) Variation in hepatic regulation of metabolism during the dry period and in early lactation in dairy cows. J Dairy Sci 92, 1924-1940.
46. Wetterau JR, Lin M & Jamil H (1997) Microsomal triglyceride transfer protein. Biochim Biophys Acta Lipids Lipid Metab 1345, 136-150.
47. Loor JJ, Dann HM, Guretzky NAJ, et al. (2006) Plane of nutrition prepartum alters hepatic gene expression and function in dairy cows as assessed by longitudinal transcript and metabolic profiling. Physiol Genomics 27, 29-41.
48. Bernabucci U, Ronchi B, Basirico L, et al. (2004) Abundance of mRNA of apolipoprotein B100, apolipoprotein E, and microsomal triglyceride transfer protein in liver from periparturient dairy cows. J Dairy Sci 87, 2881-2888.
49. Li X, Guan Y, Li Y, et al. (2015) Effects of insulin-like growth factor-1 on the assembly and secretion of very low-density lipoproteins in cow hepatocytes in vitro. Gen Comp Endocrinol 226, 82-87.
50. Lima F, Filho MF S, Greco L, et al. (2007) Effects of feeding rumen-protected choline (RPC) on lactation and metabolism. J Dairy Sci 90, Suppl. 1, 174 Abstr.
51. Grummer R (2012) Choline: a limiting nutrient for transition dairy cows. In Proceedings of the Cornell Nutrition Conference, 21-28 [R Grummer, editor]. Syracuse, NY: Cornell University.
52. Santos JEP & Lima FS (2007) Feeding rumen-protected choline to transition dairy cows. In Proceedings of the 20th Annual Florida Ruminant Nutrition Symposium, 10-11 February 2009, Gainesville, FL, pp. 149-159.
53. Sharma B & Erdman R (1988) Effects of high amounts of dietary choline supplementation on duodenal choline flow and production responses of dairy cows. J Dairy Sci 71, 2670-2676.
54. Bremer J (1983) Carnitine - metabolism and functions. Physiol Rev 63, 1420-1480.
55. Osorio J, Ji P, DrackleyJ, et al. (2013) Supplemental Smar- tamine M or MetaSmart during the transition period benefits postpartal cow performance and blood neutrophil function. J Dairy Sci 96, 6248-6263.
56. Henning SM, Swendseid ME, Ivandic BT, et al. (1997) Vitamins C, E and A and heme oxygenase in rats fed methyl/ folate-deficient diets. Free Radic Biol Med 23, 936-942.
57. Dutta-Roy AK, Gordon MJ, Campbell FM, et al. (1994) Vitamin E requirements, transport, and metabolism: role of a-tocopherol-binding proteins. J Nutr Biochem 5, 562-570.
58. Cole LK, Vance JE & Vance DE (2012) Phosphatidylcholine biosynthesis and lipoprotein metabolism. Biochim Biophys Acta 1821, 754-761.
59. Zom R, Van Baal J, Goselink R, et al. (2011) Effect of rumen- protected choline on performance, blood metabolites, and hepatic triacylglycerols of periparturient dairy cattle. J Dairy Sci 94, 4016-4027.
60. Zahra L, Duffield T, Leslie K, et al. (2006) Effects of rumen- protected choline and monensin on milk production and metabolism of periparturient dairy cows. J Dairy Sci 89, 4808-4818.
61. Ardalan M, Dehghan-Banadaky M, Rezayazdi K, et al. (2011) The effect of rumen-protected methionine and choline on plasma metabolites of Holstein dairy cows. J Agric Sci 149, 639-646.
62. Piepenbrink M & Overton T (2003) Liver metabolism and production of cows fed increasing amounts of rumen- protected choline during the periparturient period. J Dairy Sci 86, 1722-1733.
63. Shahsavari A (2012) The metabolic and reproductive responses of lactating dairy cows to supplementation with choline. MPhil thesis, The University of Queensland, Gatton, Australia.
64. Pinotti L, Baldi A, Politis I, et al. (2003) Rumen-protected choline administration to transition cows: effects on milk production and vitamin E status. J Vet Med A Physiol Pathol Clin Med 50, 18-21.
65. Esposito G, Irons PC, Webb EC, et al. (2014) Interactions between negative energy balance, metabolic diseases, uter­ine health and immune response in transition dairy cows. Anim Reprod Sci 144, 60-71.
66. Leiva T, Cooke R, Brandao A, et al. (2015) Effects of rumen- protected choline supplementation on metabolic and performance responses of transition dairy cows. J Anim Sci 93, 1896-1904.
67. Furken C & Hoedemaker M (2014) Influence of feeding rumen-protected choline to transition dairy cows. Tierarztl Prax Grofitiere 42, 11-21.
68. Elek P, Gaal T & Husveth F (2013) Influence of rumen- protected choline on liver composition and blood variables indicating energy balance in periparturient dairy cows. Acta Vet Hung 61, 59-70.
69. Chung Y-H, Brown N, Martinez C, et al. (2009) Effects of rumen-protected choline and dry propylene glycol on feed intake and blood parameters for Holstein dairy cows in early lactation. J Dairy Sci 92, 2729-2736.
70. Radcliff RP, McCormack BL, Crooker BA, et al. (2003) Plasma hormones and expression of growth hormone receptor and insulin-like growth factor-I mRNA in hepatic tissue of periparturient dairy cows. J Dairy Sci 86, 3920-3926.
71. Garnsworthy PC, Lock A, Mann GE, et al. (2008) Nutrition, metabolism, and fertility in dairy cows: 1. Dietary energy source and ovarian function. J Dairy Sci 91, 3814-3823.
72. Lucy M (editor) (2009) Nutrition and reproduction in dairy cattle: how hormones that control milk production affect fertility. Dairy Health and Nutrition Conference.
73. Lomander H (2012) Energy status related to production and reproduction in dairy cows. Swedish University of Agricultural Sciences. PhD thesis, Skara.
74. Knapp JR, Freetly HC, Reis BL, et al. (1992) Effects of somatotropin and substrates on patterns of liver metabolism in lactating dairy cattle. J Dairy Sci 75, 1025-1035.
75. Akers RM (2006) Major advances associated with hormone and growth factor regulation of mammary growth and lac­tation in dairy cows. J Dairy Sci 89, 1222-1234.
76. Ponsart C, Freret S, Seegers H, et al. (2008) Epidemiological approach of nutritional factors influencing dairy cow fertility during the dry and post partum periods. In Proceedings of the 25th World Buiatrics Congress Factors Affecting Reproductive Performance in the Cow, 76-87 [O Szenci and AC Bajcsy, editors]. Budapest, Hungary: Hungarian Association for Buiatrics.
77. Roche J, Mackey D & Diskin M (2000) Reproductive management of postpartum cows. Anim Reprod Sci 60, 703-712.
78. Wathes DC, Cheng Z, Fenwick MA, et al. (2011) Influence of energy balance on the somatotrophic axis and matrix metalloproteinase expression in the endometrium of the postpartum dairy cow. Reproduction 141, 269-281.
79. Garnsworthy P, Sinclair K & Webb R (2008) Integration of physiological mechanisms that influence fertility in dairy cows. Animal 2, 1144-1152.
80. Humblot P, Grimard B, Freret S, et al. (2009) Impact of energy balance on metabolic changes and reproductivetissue: consequences for ovarian activity and fertility in dairy and beef cattle. In Recent Advances in Animal Nutrition 2008, 1-14 [PC Garnsworthy and J Wiseman, editors]. Nottingham: Nottingham University Press.
81. Boisclair Y, Wesolowski S, Kim J, et al. (2006) Roles of growth hormone and leptin in the periparturient dairy cow. In Ruminant Physiology: Digestion, Metabolism and Impact of Nutrition on Gene Expression, Immunology and Stress, 327-346 [K Sejrsen, T Hvelplund and MO Nielsen, editors]. Wageningen, the Netherlands: Wageningen Academic Publishers.
82. Fenwick MA, Fitzpatrick R, Kenny DA, et al. (2008) Inter­relationships between negative energy balance (NEB) and IGF regulation in liver of lactating dairy cows. Domest Anim Endocrinol 34, 31-44.
83. Steiger M, Senn M, Altreuther G, et al. (1999) Effect of a prolonged low-dose lipopolysaccharide infusion on feed intake and metabolism in heifers. JAnim Sci 77, 2523-2532.
84. Andersson AK, Flodstrom M & Sandler S (2001) Cytokine- induced inhibition of insulin release from mouse pancreatic P-cells deficient in inducible nitric oxide synthase. Biochem Biophys Res Commun 281, 396-403.
85. Janovick N & Drackley J (2010) Prepartum dietary man­agement of energy intake affects postpartum intake and lactation performance by primiparous and multiparous Holstein cows. J Dairy Sci 93, 3086-3102.
86. Goff J & Horst R (1997) Physiological changes at parturition and their relationship to metabolic disorders. J Dairy Sci 80, 1260-1268.
87. Bell AW (1995) Regulation of organic nutrient metabolism during transition from late pregnancy to early lactation. JAnim Sci 73, 2804-2819.
88. Vazquez-Anon M, Bertics S, Luck M, et al. (1994) Peripartum liver triglyceride and plasma metabolites in dairy cows. J Dairy Sci 77, 1521-1528.
89. Oelrichs W, Lucy M, Kerley M, et al. (2004) Feeding soybeans and rumen-protected choline to dairy cows during the periparturient period and early lactation. 2. Effects on reproduction. J Dairy Sci 87, Suppl. 1, 344-349.
90. Soltan M, Mujalliz A, Mandour M, et al. (2012) Effect of dietary rumen protected methionine and/or choline supplementation on rumen fermentation characteristics and productive performance of early lactating cows. Pak J Nutr 11, 221-230.
91. Elek P, Newbold J, Gaal T, et al. (2008) Effects of rumen- protected choline supplementation on milk production and choline supply of periparturient dairy cows. Animal 2, 1595-1601.
92. Lima F, Sa Filho M, Greco L, et al. (2012) Effects of feeding rumen-protected choline on incidence of diseases and reproduction of dairy cows. Vet J 193, 140-145.
93. Pinotti L, Polidori C, Campagnoli A, et al. (2010) A meta-analysis of the effects of rumen protected choline supplementation on milk production in dairy cows. In Energy and Protein Metabolism and Nutrition, pp. 321-322 [G. Matteo Grovetto, editor]. Wageningen, the Netherlands: Wageningen Academic Publishers.
94. Sales J, Homolka P & Koukolova V (2010) Effect of dietary rumen-protected choline on milk production of dairy cows: a meta-analysis. J Dairy Sci 93, 3746-3754.
95. Pineda A & Cardoso F (2015) Effects of rumen-protected choline with calcium salts of long chain fatty acids on milk yield and milk composition of middle and late lactation Holstein cows. Livest Sci 175, 47-58.
96. Wlodarek J, Jaskowski J, Nowak W, et al. (2011) Develop­ment of ovarian follicles, quality of oocytes and fertility of cows in view of a negative energy balance in the transition period. Med Weter 67, 219-223.
97. Lucy M (2000) Regulation of ovarian follicular growth by somatotropin and insulin-like growth factors in cattle. J Dairy Sci 83, 1635-1647.
98. Zulu VC, Nakao T & Sawamukai Y (2002) Insulin-like growth factor-I as a possible hormonal mediator of nutritional regulation of reproduction in cattle. J Vet Med Sci 64, 657-665.
99. Furken C & Hoedemaker M (2014) Einfluss einer Futterung von pansengeschutztem Cholin in der Transitphase bei Milchkuhen. Teil 2: Tiergesundheit und Reproduktionsleis- tung (Influence of feeding rumen-protected choline to transition dairy cows. Part 1: Health and reproduction). Tierarztl Prax Grofitiere 42, 79-87.
100. Delavaud C, Ferlay A, Faulconnier Y, et al. (2002) Plasma leptin concentration in adult cattle: effects of breed, adiposity, feeding level, and meal intake. J Anim Sci 80, 1317-1328.
101. Brann DW, Wade MF, Dhandapani KM, et al. (2002) Leptin and reproduction. Steroids 67, 95-104.
102. Spicer LJ (2001) Leptin: a possible metabolic signal affecting reproduction. Domest Anim Endocrinol 21, 251-270.
103. Clempson A, Pollott G, Brickell J, et al. (2011) Evidence that leptin genotype is associated with fertility, growth, and milk production in Holstein cows. J Dairy Sci 94, 3618-3628.
104. Carter AL & Frenkel R (1978) The relationship of choline and carnitine in the choline deficient rat. J Nutr 108, 1748.
105. Schlegel G, Keller J, Hirche F, et al. (2012) Expression of genes involved in hepatic carnitine synthesis and uptake in dairy cows in the transition period and at different stages of lactation. BMC Vet Res 8, 12.
106. Carlson D, McFadden J, D’Angelo A, et al. (2007) Dietary L-carnitine affects periparturient nutrient metabolism and lactation in multiparous cows. J Dairy Sci 90, 3422-3441.
107. Akbar H, Bionaz M, Carlson D, et al. (2013) Feed restriction, but not L-carnitine infusion, alters the liver transcriptome by inhibiting sterol synthesis and mitochondrial oxidative phosphorylation and increasing gluconeogenesis in mid­lactation dairy cows. J Dairy Sci 96, 2201-2213.
108. Loor JJ, Everts RE, Bionaz M, et al. (2007) Nutrition-induced ketosis alters metabolic and signaling gene networks in liver of periparturient dairy cows. Physiol Genomics 32, 105-116.
109. Zhao F-Q & Keating AF (2007) Functional properties and genomics of glucose transporters. Curr Genomics 8, 113.
110. Hammon H, Sturmer G, Schneider F, et al. (2009) Perfor­mance and metabolic and endocrine changes with emphasis on glucose metabolism in high-yielding dairy cows with high and low fat content in liver after calving. J Dairy Sci 92, 1554-1566.
111. Rahmani M, Banadaky MD, Kamalyan RH, et al. (2014) Effects of feeding rumen-protected choline and vitamin E on serum protein fractions, total thiol molecules and total anti­oxidant capacity in early lactating dairy cows. Glob J Anim Sci Res 2, 337-344.