Кормовые продукты микробиального происхождения в рационах жвачных животных*

Азиатско-австралийский журнал о животноводстве, том 23, № 12, стр. 1657–1667

Декабрь 2010 г.

www.ajas.info

Кормовые продукты микробиального происхождения в рационах жвачных животных*

Ча Кём Со, Сон-Ву Ким1, Мюн Ху Ким, Шанти Д. Упадхая, Дон Кын Кам2, Чон К. Ха**

Факультет аграрных биотехнологий, Научно-исследовательский институт сельского хозяйства и биологических наук, Колледж сельского хозяйства и биологических наук, Сеульский университет, г. Сеул, Южная Корея 151-742

АННОТАЦИЯ: Кормовые продукты микробиального происхождения (КПМП) – это кормовые добавки, которые препятствуют развитию желудочно-кишечных инфекций и оптимизируют микрофлору пищеварительного тракта. Поскольку использование антибиотиков в кормах жвачных запрещено, КПМП становятся все более популярны в качестве альтернативных антимикробных препаратов. Микроорганизмы, входящие в состав КПМП для жвачных, можно разделить на лактобактерии, продуцирующие или утилизирующие молочную кислоту (лактат), а также другие микроорганизмы, в том числе Lactobacillus, Bifidobacterium, Enterococcus, Streptococcus, Bacillus и Propionibacterium, штаммы Megasphaera elsdenii и Prevotella bryantii, а также дрожжи Saccharomyces и Aspergillus. Лактобактерии, продуцирующие молочную кислоту, могут положительно влиять на работу кишечного тракта и рубца. И продуцирующие, и утилизирующие лактат бактерии способны улучшить состояние рубца и конверсию корма. КПМП на основе дрожжей убирают лишний кислород из рубца, препятствуют выработке излишнего лактата и улучшают ферментацию в рубце. КПМП также могут противодействовать патогенам, подавляя их рост, стимулируя иммунитет и выравнивая баланс микроорганизмов в ЖКТ. Лактобактерии, продуцирующие молочную кислоту, могут сокращать частотность случаев возникновения диареи, повышать привес и конверсию корма у животных. Утилизирующие лактат бактерии улучшают привес у телят. Как сообщается, КПМП увеличивает потребление сухого вещества корма, выработку молока (в т.ч. молока, скорректированного по молочному жиру), а также содержание жира в молоке у взрослых особей. Однако существуют и противоположные данные о влиянии КПМП на разные аспекты здоровья животных в зависимости от дозировки, состава штаммов, времени и частотности использования. Культивирование облигатных анаэробов и приготовление из них готовых к использованию препаратов, таких как КПМП, может оказаться затратным, а методы дозирования анаэробных КПМП, например, с помощью шприца-дренчера, вряд ли найдут применение в обычной практике на ферме. Аэротолерантные микроорганизмы рубца весьма малочисленны, однако есть информация об удачных попытках вычленения и использования штаммов таких бактерий в КПМП. В качестве штаммов для КПМП были предложены спорообразующие бактерии, из которых довольно легко приготовить препараты и которые позволяют более прицельно воздействовать на проблемные зоны в организме. Положительное влияние КПМП на жвачных подтверждено в ходе недавних исследований. (Ключевые слова: КПМП, пробиотики, механизм действия, жвачные животные)

* Часть этой работы была представлена на 14-й конференции Ассоциации животноводческих предприятий Азии и Австралии (АААР), состоявшейся 23–27 августа 2010 г. в г. Пиндун, Тайвань.

** Контактное лицо в авторской группе: Чон К. Ха. Тел.: +82-2-880-4809, Факс: +82-2-875-8710, Email: jongha@snu.ac.kr

1 Факультет животноводства и птицеводства, Мэрилендский университет, Колледж-Парк, штат Мэриленд, США 20742

2 Исследовательский институт кормления и животноводства компании CJ Cheiljedang, г. Инчхон, Южная Корея 400-103

ВВЕДЕНИЕ

Цель микробиологических исследований заключается в улучшении усвояемости кормов, продуктивности и здоровья животных, а также безопасности кормов и кормовых добавок. Чтобы достичь этой цели, необходимо обеспечить оптимальную ферментацию в организме, свести к минимуму расстройства рубца и устранить патогены. Для улучшения состояния животных, повышения эффективности кормов и предупреждения болезней использовалось несколько кормовых добавок.

Антибиотики, пробиотики (продукты микробиального происхождения) и пребиотики (стимуляторы роста микрофлоры) изучались как средства регулирования микрофлоры и процесса ферментации в рубце и кишечнике крупного рогатого скота.

В Европе запрещено использовать ростостимулирующие антибиотики в животных кормах из-за различных потенциальных рисков, таких как распространение гена резистентности к антибиотикам (Hong et al., 2005) или контаминации молока или мяса остатками антибиотиков. В результате многие животноводы стали изучать альтернативные пути улучшения продуктивности и здоровья животных. С недавних пор КПМП все чаще рассматривается как оптимальная замена антибиотиков или способ сократить их применение.

Пробиотиком считается «кормовая добавка в виде живых микроорганизмов, оказывающих при естественном способе введения положительное влияние на организм хозяина через оптимизацию баланса микроорганизмов в кишечнике» (Fuller, 1989). Данное понятие использовалось для описания культур жизнеспособных бактерий, экстрактов культуры, ферментных препаратов или их различных комбинаций (Yoon and Stern, 1995). В отличие от пробиотиков, КПМП (кормовые добавки микробиального происхождения) включают в себя только микробиальные препараты, как указано в самом названии.

К практическим вопросам применения КПМП относятся дозировка, время введения, состав штаммов, а также состояние животного. КПМП, предназначенные для рубца, должны начинать действовать именно в этом отделе желудка жвачных и при этом оставаться жизнеспособными на всем пути следования в рубец. В связи с этим исследования КПМП ограничиваются несколькими видами микроорганизмов. В этой обзорной статье будут рассмотрены все микроорганизмы, изучавшиеся в качестве потенциальных КПМП, а также их механизмы действия и влияние на организм хозяина. Также будут затронуты такие темы, как легкость поступления в рубец, аэротолерантность штаммов и преимущества использования спорообразующих бактерий в качестве КПМП. Лучшими кандидатами на роль КПМП для жвачных были признаны некоторые виды бацилл.

МИКРООРГАНИЗМЫ В СОСТАВЕ КПМП

К микроорганизмам в составе КПМП для жвачных относятся виды бактерий Lactobacillus, Bifidobacterium, Enterococcus, Streptococcus, Bacillus и Propionibacterium, которые, как правило, входят в состав пробиотиков, используемых в питании человека и животных с однокамерным желудком или в качестве инокулята для переработки молочной продукции (табл. 1). В составе КПМП для стабилизации и улучшения работы рубца использовались также и другие особые виды бактерий, такие как Megasphaera elsdenii и Prevotella bryantii. Штаммы бактерий, входящие в КПМП, можно разделить на продуцирующие молочную кислоту бактерии, утилизирующие молочную кислоту бактерии, а также прочие микроорганизмы. После поступления в организм жвачных КПМП в первую очередь попадает в рубец. В рубце микроорганизмы КПМП начинают размножаться, улучшая его микробиологическую экосистему и(или) процесс ферментации. Кишечник тоже может быть средой обитания микроорганизмов КПМП. Продуцирующие молочную кислоту бактерии и утилизирующие молочную кислоту бактерии рубца тесно связаны с эффективностью потребления корма и здоровьем животного. Несмотря на популярность КПМП на основе бактерий, в качестве кормовых добавок для жвачных не реже используются и КПМП на основе грибков (Kung Jr, 2001). Среди дрожжей больше всего на рынке распространены Saccharomyces и Aspergillus.

МЕХАНИЗМЫ ДЕЙСТВИЯ КПМП

Механизмы действия КПМП в рубце

КПМП на основе бактерий могут оказывать положительное воздействие на послерубцовый участок ЖКТ, однако недавно выяснилось, что действие некоторых из них проявляется и в самом рубце. Механизмы действия различных КПМП в рубце обобщены в таблице 2. Положительное влияние на кишечный тракт приписывалось бактериям, продуцирующим молочную кислоту. Однако некоторые исследования установили, что эти бактерии способны благоприятно воздействовать и на рубец. В частности, лактобациллы и энтерококки могут препятствовать развитию ацидоза рубца у молочных коров (Nocek et al., 2002) путем стимулирования роста микроорганизмов рубца, приспособленных к наличию в нем молочной кислоты (Yoon and Stern, 1995), и роста бактерий, утилизирующих молочную кислоту.

Таблица 1. Микроорганизмы в составе КПМП для жвачных

Бактерии, утилизирующие молочную кислоту, тоже использовались в качестве КПМП, успешно снижая концентрацию молочной кислоты и поддерживая уровень рН в рубце. Бактерия Megasphaera elsdenii способна утилизировать лактат и предотвращать резкое снижение рН посредством накопления лактата в рубце при богатом ферментами рационе (Kung and Hession, 1995). Также было установлено, что M. elsdenii является средством против развития острого ацидоза у животных в транзитный период.

Пропионовокислые бактерии осуществляют ферментацию лактата, превращая его в пропионат. Поскольку пропионат является основным прекурсором глюконеогенеза у молочных коров в начале лактации (Reynolds et al., 2003), усиление образования пропионатов в рубце приводит к повышению выработки глюкозы печенью (Stein et al., 2006), что увеличивает число субстратов для синтеза лактозы, за счет которого улучшается энергоэффективность и снижается риск кетоза (Weiss et al., 2008). Кроме того, увеличение пропионата может снизить количество водорода, из которого в рубце образуется метан. По некоторым данным отдельные виды пропионовокислых бактерий изменяют процесс рубцовой ферментации, повышая молярную долю пропионата в рубце (Stein et al., 2006).

Таблица 2. Механизмы действия КПМП в рубце

КПМП на основе грибков широко использовались для улучшения продуктивности жвачных и нормализации рубцовой ферментации. Увеличение числа бактерий рубца – это самый воспроизводимый результат использования кормовых дрожжей в качестве добавки. По данным Rose (1987) дрожжи устраняют в рубце кислород. Дрожжевые клетки в рубце используют прикрепленный к поверхности только что поступившего корма кислород для поддержания метаболической активности. По наблюдениям Jouany et al. (1999) при использовании дрожжевых добавок окислительно-восстановительный потенциал в рубце существенно снизился (до -20 мВ). Благодаря такому изменению создаются более благоприятные условия для роста целлюлолитических облигатных анаэробов, улучшается их присоединение к частицам корма (Roger et al., 1990), и ускоряется гидролиз целлюлозы. Кроме того, пекарские дрожжи (S. cerevisiae) смогли конкурировать с другими утилизирующими крахмал бактериями за возможность ферментировать крахмал (Lynch and Martin, 2002), что предотвратило накопление лактата в рубце (Chaucheyras et al., 1995).

По данным Chaucheyras et al. (1995) пекарские дрожжи также смогли обеспечить наличие факторов роста, таких как органические кислоты или витамины, стимулируя тем самым рост числа целлюлолитических бактерий и бактерий, утилизирующих молочную кислоту.

Механизмы действия КПМП в послерубцовом участке ЖКТ

Как отмечалось ранее, исследования в области кормления жвачных с применением КПМП на основе бактерий были сосредоточены на том, какую пользу они приносят послерубцовому участку ЖКТ. Информация по некоторым выявленным механизмам действия обобщена в таблице 3. Полезный эффект от применения КПМП заключается в следующем:

1. прикрепление к стенкам слизистой кишечника и предотвращение появления патогенов;
2. поддержание пониженного уровня рН в ЖКТ и результирующее сдерживание роста патогенов;

• формирование антибактериальных соединений, таких как бактериоцин и пероксид водорода;

1. модулирование и стимуляция иммунитета;
2. модулирование баланса микроорганизмов в ЖКТ;
3. предотвращение болезней, вызванных кишечными патогенами или стрессом.

Таблица 3. Механизмы действия КПМП в послерубцовом участке ЖКТ

Штаммы E. coli, образующие энтеротоксин, прикрепляются к клеткам эпителия и слизистой кишечника, вызывая диарею (Jones and Rutter, 1972). Согласно открытию Lee et al. (2003), штамм GG бактерии L. rhamonsus способен прикрепляться к клеткам эпителия через гидрофобные связи, ограничивая присоединение патогенов к рецептору энтероцитов. Вследствие стерических затруднений происходит вытеснение патогенов, которые в итоге отсоединяются от рецептора энтероцитов. Кроме того, штамм Lcr35 той же бактерии L. rhamonsus снижает адгезию энтеропатогенных и энтеротоксигенных бактерий E. coli и Klebsiella pneumonia (Forestier et al., 2001). Другие исследования выявили, что продуцирующие молочную кислоту бактерии способны прикрепляться к стенкам кишечного тракта мышей, защищая таким образом животных от штамма DSPV 595T бактерии Salmonella Dublin (Frizzo et al., 2010). Основными конечными продуктами метаболизма бактерий, продуцирующих молочную кислоту, являются лактат и ацетат. Обе кислоты играют важную роль, проникая через стенки бактериальной клетки и нарушая ее важные жизненные функции путем снижения внутриклеточного рН (Holzapfel et al., 1995).

Пероксид водорода и несколько бактериоцинов, образуемых продуцирующими молочную кислоту бактериями, также являются важными соединениями, поскольку выполняют функцию конкурентного исключения и обладают пробиотическим свойствам. Пероксид водорода способен оказывать окисляющее действие на бактериальную клетку, сульфгидрильные (SH) группы белков клетки и мембранные липиды (Dicks and Botes, 2010), тем самым блокируя гликолиз при окислении SH-групп в составе метаболических ферментов, таких как ферментные транспортеры глюкозы, гексокиназа и глицерол-альдегид-3-фосфатдегидрогеназа (Carlsson et al., 1983). Согласно Holzapfel et al. (1995), пероксид водорода, образованный продуцирующими молочную кислоту бактериями, эффективно подавлял размножение золотистого стафилококка (S. aureus) и синегнойной палочки (Pseudomonas spp.).

Бактериоцины, образуемые лактобактериями, были хорошо описаны в исследованиях Cotter et al. (2005). После культивирования в анаэробной системе с участием глюкозы и глицерола (Dicks and Botes, 2010), вырабатываемый лактобактериями L. reuteri реутерин не дает субстратам связываться с субъединицей рибонуклеотид-редуктазы, препятствуя тем самым синтезу ДНК микроорганизмов-мишеней (Dobrogosz et al., 1989). Выделенный от человека штамм GG бактерий Lactobacillus обнаружил способность производить неопределенное количество антимикробных соединений, подавляющих размножение стафилококков (Staphylococcus spp.), стрептококков (Streptococcus spp.) и синегнойной палочки (Pseudomonas spp.) при исследовании in vitro (Silva et al., 1987).

Модуляция иммунного ответа в организме хозяина – еще одно действие, выявленное у КПМП. В ЖКТ присутствуют разные клетки иммунной системы, такие как дендритные клетки, NK-клетки, макрофаги, нейтрофилы, лимфоциты типа T и B, скопления которых находятся в пейеровых бляшках, собственной пластинке слизистой оболочки и интраэпителиальной области (Krebiel et al., 2003). После введения в ЖКТ, КПМП напрямую усваиваются клетками кишечного эпителия в процессе трансцитоза. Антигенпредставляющие клетки, макрофаги или дендритные клетки поглощают КПМП, стимулируя иммунный ответ (Dicks and Botes, 2010). Различные штаммы продуцирующих лактат бактерий активируют макрофаги для образования цитокинов, которые также стимулируют иммунный ответ. Согласно Matsuguchi et al. (2003), пробиотические штаммы L. casei Shirota и L. rhamnosus Lr23 стимулируют у макрофагов выработку ФНОα или способствуют развитию регуляторных дендритных клеток.

Также, по данным Miettinen et al. (1996), продуцирующие молочную кислоту бактерии способны улучшать образование провоспалительных цитокинов, ФНОα и интерлейкина-6 из мононуклеаров в периферической крови человека, стимулируя тем самым неспецифический иммунитет.

ВЛИЯНИЕ КПМП НА РАЗЛИЧНЫЕ ПОКАЗАТЕЛИ ЖИВОТНЫХ

Телята

Поскольку телятам приходится переваривать значительное количество питательных веществ, существует риск образования в их кишечнике больших колоний патогенных организмов. Новорожденные телята зачастую испытывают сильный стресс, оказываясь в новой для них обстановке, например, в ходе транспортировки, отъема, вакцинации или во время процедуры спиливания рогов (Krehbiel et al., 2003). В системах интенсивного животноводства телят очень рано отнимают от коров, задолго до полного формирования внутрикишечной микробиоты, что может увеличить риск развития диареи и потери веса. Ввод большого количества полезных микроорганизмов в рацион потенциально может оказать помощь в развитии колонии в нарушенной кишечной среде и быстром восстановлении нормального функционирования ЖКТ у телят, страдающих от диареи (Kung Jr, 2001). Таким образом, чтобы установить точный механизм действия КПМП на телят были проведены многочисленные исследования (табл. 4).

Результаты многих исследований указывают на то, что лактобактерии, будучи использованные в качестве КПМП, могут защищать носителя от развития диареи, а также улучшают привес и конверсию корма. В экскрементах телят голштинской породы, в рацион которых был введен штамм 27SC бактерии L. acidophilus, было выявлено значительно большее количество колоний, чем у тех телят, которые получали контрольный рацион. В результате у тех телят, которые получали с кормом штамм 27SC бактерии L. acidophilus, заметно изменилась частотность диареи на 5-й, 7-й и 8-й неделях, по сравнению с телятами на контрольном рационе, а также на 7-й и 8-й неделе по сравнению с теми телятами, которые получали смешанный рацион с лактобактериями (Abu-Tarboush et al., 1996). В исследовании Abe et al. (1995) изучалось влияние на новорожденных телят бактерий Bifidobacterium pseudolongum и L. acidophilus, введенных перорально. Пероральный ввод двух типов лактобактерий привел к улучшению привеса и конверсии корма, а также снизил частотность диареи по сравнению с теми телятами, которые не получали лактобактерии. У опытной и контрольной групп была выявлена заметная разница в показателе привеса (p < 0,05), но у тех животные, которые получали либо бифидобактерии, либо лактобактерии, разница была неощутима. В работе Dicks and Botes (2010) указывается на то, что бифидобактерии вырабатывают уксусную и молочную кислоты в соотношении 3 к 2, при этом эти кислоты могут быть более эффективны в плане регулирования грам-отрицательных патогенов и дрожжей в ЖКТ, чем бактерии Lactobacillus spp. так как ацетат более эффективен против грам-отрицательных бактерий, плесени и дрожжей (Gilliland, 1989).

В последних экспериментах телятам вводили лактобактерии в целях улучшения их показателей роста (Frizzo et al., 2010). Телята получали заменитель молока, а также высушенный распылением сывороточный порошок в больших количествах, чтобы спровоцировать дисбаланс в кишечнике.

Таблица 4. Влияние различных КПМП на показатели здоровья телят

При таких условиях телята, которые получали пробиотики, демонстрировали более высокие показатели суточного привеса, общего потребления корма и потребления стартового корма, а также более низкий показатель консистенции экскрементов, который указывает на снижение частотности диареи (Frizzo et al., 2010).

В работе Adams et al. (2008) было изучено влияние на показатели роста нового штамма, а именно Propionibacterium jensenii 702, выделенного в Австралии. Большинство КПМП на основе бактерий, предназначенные для питания телят, содержат лактобактериии. Молочные пропионовокислые бактерии используются гораздо реже. Пропионовокислые бактерии могут увеличивать концентрацию пропионата и бутирата в рубце, тем самым стимулируя развитие рубца. Присутствие штамма P. jensenii 702 в экскрементах опытных групп начиная со 2-й недели указывает на успешный транзит бактерии по ЖКТ. Кроме того, телята демонстрировали более высокий привес в периоды непосредственно до отъема, а также после него.

Взрослые жвачные

Молочные коровы испытывают сильный стресс во время отела, в период изменения рациона и включения в рацион источников быстросбраживаемых углеводов, а также лактации в транзитный период, который начинается за 3 недели до отела и заканчивается через 3 недели после отела (Grummer, 1995).

Внезапные изменения, которые происходят в этот период, могут вызвать нарушение обмена веществ у молочных коров, например подострый ацидоз (Oetzel et al., 2007; Chiquette et al., 2008). Также важно предотвращать развитие ацидоза у мясного скота на откорме, который может развиться из-за быстросбраживаемых кормов. Как молочный, так и мясной скот, в рацион которых были включены КПМП, в рамках различных исследований демонстрировали ускорение роста, увеличение надоев и привеса, а также улучшение конверсии корма (Ghorbani et al., 2002; Nocek et al., 2002; Krehbiel et al., 2003; Stein et al., 2006).

Лактобактерии совместно с дрожжами или утилизирующими лактат бактериями применялись в качестве КПМП для улучшения показателей молочного скота. Enterococcus faecium и дрожжи добавляли в корм как до отела, так и после него. КПМП увеличили поглощение сухого вещества, надои и содержание белка в молоке в период после отела. У коров, получавших КПМП после отела, также отмечался более высокий уровень глюкозы и инсулина в крови, а также более низкий уровень НЭЖК (Nocek et al., 2003).

Таблица 5. Влияние различных КПМП на показатели взрослых жвачных животных

В другом исследовании (Nocek and Kautz, 2006) у коров, получавших с кормом бактерию E. faecium вместе с дрожжами, отмечалось улучшение переваривания СВ рубцом, увеличение поглощения СВ как непосредственно до отела, так и после, а также рост суточных надоев. У коров, получавших КПМП, и коров из контрольной группы молоко, скорректированном по молочному жиру (3,5% жирности), ничем не отличалось. Также не наблюдалась разница в количестве молочных жиров или количестве и массовом объему молочных белков. У коров, в рацион которых ввели КПМП, наблюдался более высокий уровень глюкозы в крови после отела, а также более низкий уровень бета-гидроксибутирата как в период до отела, так и в 1-й день после него.

В работе Oetzel et al. (2007) отмечается, что комбинация бактерий E. faecium и S. cerevisia приводила к увеличению массовой доли молочных жиров у коров первой лактации, а также массовой доли молочных белков у коров второй и последующих лактаций в течение первых 85 дней лактации. Коровам второй лактации, получавшим КПМП, также требовалось меньше антибиотиков в течение 85 дней лактации, чем тем коровам, которые получали плацебо. В работе Raeth-Knight et al. (2007) изучалось совместное действие штаммов LA747 (бактерия L. acidophilus) и PF24 (бактерия P. freudenreichii) на показатели молочного КРС в течение 84 дней, а также на состояние рубца через каждые 28 дней. КПМП добавляли к общему смешанному рациону раз в день. КПМП не оказали никакого влияния на какие бы то ни было показатели КРС, в том числе потребление СВ, выход скорректированного по жиру молока (4%), состав молока или соотношение его компонентов, показатель конверсии корма, фактическую переваримость сухого вещества, сырого белка, нейтрально расщепляемой клетчатки и крахмала, показатель pH в рубце или концентрацию аммиака или общих ЛЖК.

Действие КПМП в рубце молочных коров исследовалась в рамках опытного кормления, в процессе которого коровам на ранней стадии лактации ежедневно и в течение 21 дня вводили напрямую в фистулу рубца смесь бактерий E. faecium, L. plantarum и S. cerevisiae в концентрации 105, 106, или 107 КОЕ на миллилитр жидкости рубца. У коров, которые получали 105 КОЕ, было выявлено более существенное падение показателя pH, чем у коров получавших 106 или 107 КОЕ. У группы коров, получавшей 105 КОЕ, было отмечено улучшение переваривания сухого вещества при кормлении животных кукурузой с высоким содержанием влаги. Перевариваемость кукурузного силоса была выше при концентрации бактерий на уровне 105 КОЕ и 106 КОЕ, чем на уровне 107 КОЕ (Nocek et al., 2002). В исследовании Weiss et al. (2008) в рацион молочных коров вводился штамм P169 бактерии Propionibacterium в период за 2 недели до предполагаемого отела и в течение 119 дней последующей лактации. У коров, которые получали штамм P169, наблюдалась более низкая концентрация ацетата, более высокая концентрация пропионата и бутирата. КПМП не оказали влияния на уровень глюкозы в плазме крови, на массовую долю глюкозы в молоке и на уровень бета-гидроксибутирата в плазме. У коров, которые получали штамм P169, отмечалась более высокая концентрация НЭЖК в плазме крови на 7-й день лактации. Надои и состав молока у коров, которые получали штамм P169 в течение первых 17 недель лактации, был такой же, как и у коров на контрольном рационе. У разных опытных групп не было выявлено различий по расчетному расходу чистой энергии на выработку молока, сохранению массы тела, а также в динамике веса. Тем не менее коровы, получающие штамм P169, потребляли меньше сухого вещества, что привело к росту энергоэффективности на 4,4%.

В качестве источника КПМП в кормлении молочных коров также рассматривались анаэробные бактерии рубца. К примеру, в качестве КПМП в кормлении молочных коров на ранней стадии лактации использовался штамм 25A бактерии Prevotella bryantii (Chiquette et al., 2008). При помощи шприца шести коровам вводили напрямую в фистулу рубца дозы инокулята, содержащие 2x1011 клеток штамма 25A бактерии P. bryantii. Ввод штамма 25A бактерии P. bryantii не оказал влияния на надои молока, но наметилась тенденция к повышению содержанию жира в молоке из-за увеличения концентрации ацетата и бутирата в рубце. Штамм 25A бактерии P. bryantii также помог снизить концентрацию лактата через 2–3 часа кормления по сравнению с контрольными рационами, что демонстрирует его потенциал предотвращать ацидоз (Chiquette et al., 2008). Экзогенные целлюлолитические бактерии также подвергались изучению на предмет их использования в качестве КПМП для улучшения рубцовой ферментации (Chiquette et al., 2007). Штамм NJ бактерии Ruminococcus flavefaciens NJ, выделенный из рубца дикого лося, был помещен в рубец нелактирующих молочных коров, которые получали либо высококонцентрированный корм, либо рацион с высоким содержанием фуража. Штамм NJ устранил избыточные популяции прочих целлюлолитических бактерий и улучшил перевариваемость in sacco в рубце корма на основе тимофеевки с высоким содержанием концентрата.

Новый штамм не приживался в рубце, если в нем также присутствовала бактерия Aspergillus oryzae или S. cerevisiae, а также в случае изменения кормовых пропорций концентрата к фуражу. В начале исследования генетически маркированная бактерия Ruminococcus albus была инокулирована в рубец козы, после чего была проведена оценка выживаемости бактерии в рубце (Miyagi et al., 1995). Бактерия R. albus сформировала в рубце колонию в количестве 102 клеток/мл жидкости рубца и проявляла активность в течение 14 дней.

СТРАТЕГИИ ПРИМЕНЕНИЯ КПМП В КОРМЛЕНИИ ЖВАЧНЫХ

Аэротолерантные микроорганизмы в качестве источника КПМП

Как уже обсуждалось выше, для применения в качестве КПМП годятся только те микробы, которые:

1. остаются жизнеспособными в процессе производства и до окончательного попадания в организм животных;
2. способны выжить в кишечной среде.

Культивирование облигатных анаэробов и приготовление из них готовых к использованию препаратов может оказаться чрезмерно затратным. Все прочие методы дозирования, помимо прямого внесения КПМП в корм, вряд ли найдут применение в обычной практике на ферме (Nagaraja et al., 1997), особенно на ежедневной основе. Введение препарата в индивидуальном порядке может потребовать слишком больших трудовых и временных затрат и, соответственно, не подойдет для крупных предприятий. Исследования, посвященные применению облигатных анаэробов в качестве КПМП, были направлены преимущественно на выявление экзогенных или генетически модифицированных штаммов после кратковременного применения облигатных анаэробов (Jones and Megaritty, 1986; Robinson et al., 1992; Miyagi et al., 1995; Gregg et al., 1998; Chiquette et al., 2007), тогда как исследования факультативных и аэротолерантных анаэробов подразумевали ежедневную перегрузку рубца бактериями в течение длительного времени (Swinney-Floyd et al., 1999; Ohya et al., 2000; Elam et al., 2003; Krehbiel et al., 2003). Бактерии Synergesties jonesii (Jones and Megaritty, 1986) и B. fibrisolvens (Gregg et al., 1998) развили колонии в рубце, тогда как штамм A3 бактерии R. albus (Miyagi et al., 1995) и R. flavefaciens NJ (Chiquette et al., 2007) не смогли образовать в рубце достаточные популяции. Тем не менее многократное внесение доз позволило увеличить количество клеток штамма NJ бактерии R. flavefaciens в рубце. По всей видимости, лишь несколько штаммов могут успешно образовывать целые популяции (что ожидается от КПМП) после однократного ввода бактерий в организм. Таким образом, врожденная или выработанная аэротолерантность может стать важным критерием для оценки эффективности КПМП как ежедневного средства увеличения или формирования популяций в рубце.

Для оценки возможностей аэротолерантных бактерий, утилизирующих молочную кислоту в рубце, был проведен следующий опыт (Kim, 2007). Взятый у молочного скота образец содержимого рубца был обогащен анаэробными организмами в молочнокислой среде в ходе двух переносов бактерий (N2), а затем использовался в качестве инокулята при дальнейших процессах обогащения. После этого проводилось четырехкратное обогащение препарата на основе облигатно-анаэробных микроорганизмов (N6) дополнительным количеством анаэробных субкультур. В то же время были проведены два субкультивирования с участием аэробных микроорганизмов и два обогащения анаэробными организмами аэротолерантного препарата (N2A2N2). Также были проведены 4 аэробных обогащения препарата на основе аэробных микроорганизмов (N2A4).

Таблица 6. Влияние КПМП на основе бацилл на показатели жвачных животных

При помещении этих обогащенных препаратов в условия благоприятствующей ацидозу рубцовой ферментации in vitro препарат N2A4 полностью подавил накопление лактата, многократно повысил общий уровень ЛЖК и обеспечил более высокий показатель pH по сравнению с препаратами N6 или N2A2N2. Обогащение аэробными микроорганизмами может увеличить шансы выделения аэротолерантных утилизирующих молочную кислоту бактерий посредством сокращения числа облигатных анаэробов в культуре. Как показал данный опыт, аэротолерантные микроорганизмы рубца можно использовать в качестве КПМП для КРС. Тем не менее существующие виды аэротолерантных микроорганизмов немногочисленны. Аэротолерантность необходима только во время доставки микроорганизмов рубец и не гарантирует их эффективность в качестве КПМП.

Спорообразующие бактерии в качестве источников КПМП

Толерантность к тепловому воздействию также важна для микроорганизмов, используемых в КПМП, так как она позволяет им пережить переработку при производстве корма. В целом, большинство дрожжей и лактобактерий разрушается под воздействием тепла в ходе дражирования (Kung Jr, 2001). Преимуществом как пробиотики для человека и животных обладают спорообразующие бактерии (Ripamonti et al., 2009). Согласно Ripamonti et al. (2009), спорообразующая способность делает пробиотики (КПМП) более устойчивыми к внешним воздействиям во время производства препаратов и их хранения (Hyronimus et al., 2000), а также к неблагоприятным условиям в ЖКТ (Sanders et al., 2003; Hong et al., 2005).

Ряд недавних исследований показал, что бациллы и спорообразующие бактерии в составе КПМП оказывают пробиотическое действие на организм жвачных (табл. 6). Виды бацилл обладают особыми механизмами действия, которые препятствуют патогенным инфекциям ЖКТ, вырабатывая противомикробные вещества.

В работе Kritas et al. (2006) изучалось воздействие на ягнят и лактирующих овец КПМП, содержащих бактерии Bacillus licheniformis и B. subtilis, в полевых условиях. Добавление таких КПМП в рацион уменьшило падеж ягнят и повысило суточную выработку молоку у овец. В Китае был проведен иной эксперимент с использованием КПМП на основе бактерий (Qiao et al., 2009), который продемонстрировал, что ввод в корм бактерии B. licheniformis приводит к увеличению надоев молока, скорректированного по жиру (4%), улучшению показателя соотношения выхода МСЖ к поглощению СВ, а также росту массовой доли белка в молоке. Бактерия B. licheniformis также привела к увеличению концентрации общих ЛЖК и ацетата по сравнению с двумя другими группами животных, которые получали либо корм с добавлением бактерии B. subtilis, либо контрольный рацион без добавок.

В дополнение к практическим преимуществам спорообразующих КПМП, бактерии также хорошо подходят для использования их в питании жвачных и иных животных в качестве КПМП благодаря их сильной целлюлозолитической активности, которая улучшает перевариваемость клетчатки в рубце и/или ЖКТ за счет снабжения полезных микроорганизмов олигосахаридами.

БЛАГОДАРНОСТЬ

Настоящая работа получила поддержу со стороны Программы развития технологий в области сельского и лесного хозяйства (проект №109024032CG000), а также Министерства пищевой, сельскохозяйственной, лесной и рыбной промышленности Южной Кореи.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Abe, F., N. Ishibashi and S. Shimamura. 1995. Effect of administration of bifidobacteria and lactic acid bacteria to newborn calves and piglets. J. Dairy Sci. 78:2838-2846.

Abu-Tarboush, H. M., M. Y Al-Saiady and A. H. Keir El-Din. 1996. Evaluation of diet containing lactobacilli on performance, fecal coliform, and lactobacilli of young dairy calves. Anim. Feed Sci. Technol. 57:39-49.

Adams, M. C., J. Luo, D. Rayward, S. King, R. Gibson and G. H. Moghaddam. 2008. Selection of a novel direct-fed microbial to enhance weight gain in intensively reared calves. Anim. Feed Sci. Technol. 145:41-52.

Arthur, T. M., J. M. Bosilevac, N. Kalchayanand, J. E. Wells, S. D. Shackelfold, T. L. Wheeler and M. Koohmaraie. 2010. Evaluation of a direct-fed microbial product effect on the prevalence and load of escherichia coli o157:H7 in feedlot cattle. J. Food Prot. 73:366-371.

Axelsson, L. T., T. C. Chung, W. Dobrogosz and S. E. Lidgren. 1989. Production of a broad spectrum antimicrobial substance by Lactobacillus reuteri. Microb. Ecol. Health Dis. 2:131-136.

Beharka, A. A., T. G. Nagaraja and J. L. Morrill. 1991. Performance and ruminal function development of young calves fed diets with aspergillus oryzae fermentation extract. J. Dairy Sci. 74:4326-4336.

Carlsson, J., Y Iwami and T. Yamada. 1983. Hydrogen peroxide excretion by oral streptococci and effect of lactoperoxidase thiocyanate-hydrogen peroxide. Inf. Immunol. 40:70-80.

Chaucheyras, F., G Fonty, G Bertin, J. M. Salmon and P. Gouet. 1995. Effects of a strain of Saccharomyces cerevisiae (Levucell SC), a microbial additive for ruminants, on lactate metabolism in vitro. Can. J. Microbiol. 42:927-933.

Chiquette, J., M. J. Allison and M. A. Rasmussen. 2008. Prevotella bryantii 25a used as a probiotic in early-lactation dairy cows: Effect on ruminal fermentation characteristics, milk production, and milk composition. J. Dairy Sci. 91:3536-3543.

Cotter, P. D., C. Hill and R. P Ross. 2005. Bacteriocins: developing innate immunity for food. Nat. Rev. Microbiol. 3:777-788.

Cruywagen, C. W., I. Jordaan and L. Venter. 1996. Effect of lactobacillus acidophilus supplementation of milk replacer on preweaning performance of calves. J. Dairy Sci. 79:483-486.

Dicks, L. M. T. and M. Botes. 2010. Probiotic lactic acid bacteria in the gastro-intestinal tract: Health benefits, safety and mode of action. Benef. Microbes 1:11-29.

Dobrogosz, W. J., I. A. Casas, G. A. Pagano, T. L. Talarico, B. M.Sjoberg and M. Karlsson. 1989. Lactobacillus reuteri and the enteric microbiota. In: The Regulatory and protective role of the normal microflora (Ed. E. Norin). pp. 283-292. Stockton Press. New York.

Elam, N. A., J. F. Gleghorm, J. D. Rivera, M. L. Galyean, P. J. Defoor, M. M. Brashears and S. M. Younts-Dahl. 2003. Effects of live cultures of lactobacillus acidophilus (strains np45 and np51) and propionibacterium freudenreichii on performance, carcass, and intestinal characteristics, and escherichia coli strain o157 shedding of finishing beef steers. J. Anim. Sci. 81: 2686-2698.

Forestier, C., C. De Champs, C. Vatoux and B. Joly. 2001. Probiotic activities of Lactobacillus casei rhamnosus: in vitro adherence to intestinal cells and antimicrobial properties. Res. Microbiol. 152:167-173.

Frizzo, L. S., L. P. Sotto, M. V. Zbrun, E. Bertozzi, G. Sequeira, R. R. Armesto and M. R. Rosmini. 2010. Lactic acid bacteria to improve growth performance in young calves fed milk replacer and spray-dried whey powder. Anim. Feed Sci. Technol. 157:159-167.

Fuller, R. 1989. A review: Probiotics in man and animals. J. Appl. Bacteriol. 66:365-378.

Galyean, M. L., G. A. Nunnery, P. J. Defoor, G B. Salyer and C. H. Parsons. 2000. Effects of live cultures of Lactobacillus acidophilus (Strains 45 and 51) and Propionibacterium freudenreichii PF-24 on performance and carcass characteristics of finishing beef steers. Available: http://www.asft.ttu.edu/burnettcenter/progressreports/bc8.pdf. Accessed June 27, 2002.

Ghorbani, G. R., D. P. Morgavi, K. A. Beauchemin and J. A. Z. Leedle. 2002. Effects of bacterial direct-fed microbials on ruminal fermentation, blood variables, and the microbial populations of feedlot cattle. J. Anim. Sci. 80:1977-1985.

Gilliland, S. E. 1989. Acidophilus milk products: a review of potential benefits to consumers. J. Dairy Sci. 72:2483-2494.

Gregg, K., B. Hamdorf, K. Henderson, J. Kopecny and C. Wong. 1998. Genetically modified ruminal bacteria protect sheep from fluoroacetic acid poisoning. Appl. Environ. Microbiol. 64:3496-3498.

Grummer, R. R. 1995. Impact of changes in organic nutrient metabolism on feeding the transition dairy cow. J. Anim. Sci. 73:2820-2833.

Holzapfel, W. H., R. Geisen and U. Schillinger. 1995. Biological preservation of foods with reference to protective cultures, bacteriocins and food-grade enzymes. Int. J. Food Microbiol. 24:343-362.

Hong, H. A., L. H. Duc and S. M. Cutting. 2005. The use of bacterial spore formers as probiotics. FEMS Microbiol. Rev. 29:813-835.

Hyronimus, B., C. Le Marrec, A. Hadj Sassi and A. Deschamps. 2000. Acid and bile tolerance of spore-forming lactic acid bacteria. Int. J. Food Microbiol. 61:193-197.

Jones, R. J. and R. G. Megaritty. 1986. Successful transfer of DHP-degrading bacteria from Hawaiian goats to Australian ruminants to overcome the toxicity of Leucaena. Aust. Vet. J. 63:259-262.

Jones, G. W. and J. M. Rutter. 1972. Role of K88 antigen in the pathogenesis of neonatal diarrhoea caused by Escherichia coli in piglets. Infect. Immun. 6:918-927.

Jouany, J. P., F. Mathieu, J. Senaud, J. Bohatier, G. Bertin and M. Mercier. 1999. Influence of protozoa and fungal additives on ruminal pH and redox potential. S. Afr. J. Anim. Sci. 29:65-66.

Keyser, S. A., J. P McMeniman, D. R. Smith, J. C. MacDonald and M. L. Galyean. 2007. Effects of saccharomyces cerevisiae subspecies boulardii cncm i-1079 on feed intake by healthy beef cattle treated with florfenicol and on health and performance of newly received beef heifers. J. Anim. Sci. 85: 1264-1273.

Kim, S. W. 2006. Development of a direct-fed microbial for beef cattle. PhD Dissertation. Mich. Stat. Univ. East Lansing, MI.

Kowalski, Z. M., P Gorka, A. Schlagheck, W. Jagusiak, P. Micek and J. Strzetelski. 2009. Performance of holstein calves fed milk-replacer and starter mixture supplemented with probiotic feed additive. J. Anim. Feed Sci. 18:399-411.

Krehbiel, C. R., S. R. Rust, G Zhang and S. E. Gilliland. 2003. Bacterial direct-fed microbials in ruminant diets: Performance response and mode of action. J. Anim. Sci. 81:E120-132.

Kritas, S. K., A. Govaris, G Christodoulopoulos and A. R. Burriel. 2006. Effect of Bacillus licheniformis and Bacillus subtilis supplementation of ewe's feed on sheep milk production and young lamb mortality. J. Vet. Med. Series A. 53:170-173.

Kung, L., Jr. and A. O. Hession. 1995. Preventing in vitro lactic acid accumulation in ruminal fermentations by inoculation withMegasphaera elsdenii. J. Anim. Sci. 73:250-256.

Kung Jr, L. 2001. Direct-fed microbials for dairy cows and enzymes for lactating dairy cows: New theories and applications. In: 2001 Pennsylvania State Dairy Cattle Nutrition Workshop, Grantville, PA. pp. 86-102.

Lee, Y K., K. Y. Puong, A. C. Ouwehand and S. Salminen. 2003. Displacement of bacterial pathogens from mucus and Caco-2 cell surface by lactobacilli. J. Med. Microbiol. 52:925-930.

Lehloenya, K. V, C. R. Krehbiel, K. J. Mertz, T. G Rehberger and L. J. Spicer. 2008. Effects of propionibacteria and yeast culture fed to steers on nutrient intake and site and extent of digestion. J. Dairy Sci. 91:653-662.

Lynch, H. A. and S. A. Martin. 2002. Effects of Saccharomyces cerevisiae culture and Saccharomyces cerevisiae live cells on in vitro mixed ruminal microorganism fermentation. J. Dairy Sci. 85:2603-2608.

Malik, R. and S. Bandla. 2010. Effect of source and dose of probiotics and exogenous fibrolytic enzymes (EFE) on intake, feed efficiency, and growth of male buffalo (bubalus bubalis) calves. Trop. Anim. Health Prod. 42:1263-1269.

Matsuguchi, T., A. Takagi, T. Matsuzaki, M. Nagaoka, K. Ishikawa and T. Yokokura. 2003. Lipoteichoic acids from Lactobacillus strains elicit strong tumor necrosis factor a-inducing activities in macrophage through Toll-like receptor 2. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 10:259-266.

Miettinen, M., J. Vuopio-Varkila and K. Varkila. 1996. Production of human necrosis factor a, interleukin 6, and interleukin 10 is induced by lactic acid bacteria. Infect. Immun. 64:5403-5405.

Miyagi, T., K. Kaneichi, R. I. Aminov, Y Kobayashi, K. Sakka, S. Hoshino and K. Ohmiya. 1995. Enumeration of transconjugated Ruminococcus albus and its survival in the goat rumen. Appl. Environ. Microbiol. 61:2030-2032.

Nagaraja, T. G., C. J. Newbold, C. J. Van Nevel and D. I. Demeyer. 1997. Manipulation of ruminal fermentation. pp. 523-632 in the Rumen Microbial Ecosystem (Ed. P. N. Hobson and C. S. Stewart). Blackie Academic & Professional, London, NY

Nocek, J. E., W. P. Kautz, J. A. Z. Leedle and J. G. Allman. 2002. Ruminal supplementation of direct-fed microbials on diurnal ph variation and in situ digestion in dairy cattle. J. Dairy Sci. 85:429-433.

Nocek, J. E., W. P. Kautz, J. A. Z. Leedle and E. Block. 2003. Direct-fed microbial supplementation on the performance of dairy cattle during the transition period. J. Dairy Sci. 86:331­335.

Nocek, J. E. and W. P. Kautz. 2006. Direct-fed microbial supplementation on ruminal digestion, health, and performance of pre- and postpartum dairy cattle. J. Dairy Sci. 89:260-266.

Oetzel, G. R., K. M. Emery, W. P. Kautz and J. E. Nocek. 2007. Direct-fed microbial supplementation and health and performance of pre- and postpartum dairy cattle: A field trial. J. Dairy Sci. 90:2058-2068.

Ohya, T., T. Marubashi and H. Ito. 2000. Significance of fecal volatile fatty acids in shedding of Escherichia coli O157 from calves: experimental infection and preliminary use of a probiotic product. J. Vet. Med. Sci. 62:1151-1155.

Pratt, W. C. 2001. Methods for maintaining and administering live probiotic as feed additives for animals. US Patent 5401501. Available: http://www.patentstorm. us/patents/5401501-fulltext. html. Accessed Jun. 15, 2007.

Qiao, G H., A. S. Shan, N. Ma, Q. Q. Ma and Z. W. Sun. 2009. Effect of supplemental bacillus cultures on rumen fermentation and milk yield in Chinese Holstein cows. J. Anim. Physiol. Anim. Nutr. 94:429-436.

Raeth-Knight, M. L., J. G. Linn and H. G. Jung. 2007. Effect of direct-fed microbials on performance, diet digestibility, and rumen characteristics of holstein dairy cows. J. Dairy Sci. 90: 1802-1809.

Reynolds, C. K., P. C. Aikman, B. Lupoli, D. J. Humphries and D. E. Beever. 2003. Splanchnic metabolism of dairy cows during the transition from late gestation through early lactation. J. Dairy Sci. 86:1201-1217.

Ripamonti, B., A. Agazzi, A. Baldi, C. Balzaretti, C. Bersani, S. Pirani, R. Rebucci, G. Savoini, S. Stella, A. Stenico and C. Domeneghini. 2009. Administration of Bacillus coagulans in calves: Recovery from faecal samples and evaluation of functional aspects of spores. Vet. Res. Commun. 33:991-1001. Robinson, J. A., W. J. Smolenski, R. C. Greening, M. L. Ogilvie, R. L. Bell, K. Barsuhn and J. P. Peters. 1992. Prevention of acute acidosis and enhancement of feed intake in the bovine by Megasphaera elsdenii 407A. J. Anim. Sci. 70 (Suppl. 1):310 (Abstr.).

Roger, V., G Fonty, S. Komisarczuk-Bony and P. Gouet. 1990. Effects of physicochemical factors on the adhesion to cellulose Avicel of the ruminal bacteria Ruminococcus flavefaciens and Fibrobacter succinogenes subsp. succinogenes. Appl. Environ. Microbiol. 56:3081-3087.

Rose, A. H. 1987. Responses to the chemical environment. In: The Yeasts (Ed. A. H. Rose and J. S. Harrisson) Vol. 2, Academic Press, London (1987), pp. 5-40.

Roos, T. B., V. C. Tabeleao, L. A. Dummer, E. Schwegler, M. A. Goulart, S. V. Moura, M. N. Correa, F. P. L. Leite and C. Gil- Turnes. 2010. Effect of Bacillus cereus var. Toyoi and Saccharomyces boulardii on the immune response of sheep to vaccines. Food Agric. Immunol. 21:113-118.

Sanders, M. E., L. Morelli and T. A. Tompkins. 2003. Sporeformers as human probiotics: Bacillus, Sporolactobacillus, and Brevibacillus. Compr. Rev. Food Sci. Food Saf. 2:101-110.

Silva, M., N. V. Jacobus, C. Deneke and S. L. Gorbach. 1987. Antimicrobial substance from a human Lactobacillus strain. Antimicrob. Agents Chemother. 31:1231-1233.

Stein, D. R., D. T. Allen, E. B. Perry, J. C. Bruner, K. W. Gates, T. G. Rehberger, K. Mertz, D. Jones and L. J. Spicer. 2006. Effects of feeding propionibacteria to dairy cows on milk yield, milk components, and reproduction. J. Dairy Sci. 89:111-125. Swinney-Floyd, D., B. A. Gardiner, F. N. Owens and T. Rehberger. 1999. Effects of inoculation with either Propionibacterium strain P-63 alone or in combination with Lactobacillus acidophilus strain LA53545 on performance of feedlot cattle. J. Anim. Sci. 77 (Suppl.):77 (Abstr.).

Tamate, H., A. D. McGilliard, N. L. Jacobson and R. Getty. 1961. Effect of various dietaries on the anatomical development of the stomach in the calf. J. Dairy Sci. 45:408-420.

Yoon, I. K. and M. D. Stern. 1995. Influence of direct-fed microbials on ruminal microbial fermentation and performance of ruminants: A review. Asian-Aust. J. Anim. Sci. 8:533-555.

Wehnes, C., K. Novak, V. Patskevich, D. Shields, J. Coalson, A. Smith, M. Davis and T. Rehberger. 2009. Benefits of supplementation of an electrolyte scour treatment with a bacillus-based direct-fed microbial for calves. Probiotics Antimicrob. Proteins 1:36-44.

Weiss, W. P, D. J. Wyatt and T. R. McKelvey. 2008. Effect of feeding propionibacteria on milk production by early lactation dairy cows. J. Dairy Sci. 91:646-652.